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解决贴壁细胞的消化问题
发布时间:2019-05-17   点击次数:134次

        许多同学对细胞消化做了许多研究,得出了很多有价值的经验,也见到很多人的困惑。其实细胞培养,尤其是细胞系的培养,就消化而言,不是太难,做得多了,善于总结经验,就能把细胞越养越好。一般的程序步骤,细节操作,介绍一些基本操作背后的知识,如果不对之处,欢迎指正,一起讨论。

        1、其实绝大部分细胞消化的时候是只要用胰酶润洗一遍即可,吸去胰酶后,残留的那些无法计算体积的附着在细胞表面的微量胰酶在37度一般不到2min足够消化细胞(绝大部分1min不到)。对于这些细胞原则上不要用胰酶孵育细胞,连续这样传代,对细胞伤害很大。简单的程序是PBS润洗吸去,胰酶润洗吸去,然后电热恒温培养箱37度消化。

        2、什么算是消化好了呢?不是细胞全部成间隔分布很离散的单个圆形才算消化好了,一般你肉眼观察贴壁细胞层,只要能移动了,多半呈沙壮移动,其实已经可以了。一般能移动了,说明细胞与培养基质材料的附着已经消失了,细胞之间的附着也已经消失了,细胞已经独立分布了(虽然没有呈现很广的离散分布)。这个时候应该停止消化,不要等到看到镜下所有细胞都分离得非常好,间隙很大,才停止。细胞就是完全成单个细胞悬液,之后在贴壁的过程中仍然会聚集,这个是贴壁培养的细胞,尤其是肿瘤细胞的一个特性。

        3、细胞只要能从基质上脱离下来,这个时候即使是成片的(比如Calu-3细胞),吹打不超过20次后(一般10次即可),成小规模聚集(10个细胞左右),是正常的,不要试图再去延长消化时间。不要以为成片分布是自己没养好,这个视细胞而定。如果和标准形态不一致,那可能是自己没消化好导致的,但如果消化方法正确,仍然成片分布,甚至完全吹打成单细胞悬液,贴壁后仍然成片分布,这是细胞的特性,是因为贴壁过程中重新聚集了。

        4、比较难消化的细胞(润洗方法5min还不能消化),就以colon cancer为例,比如HCT15, LS411和KM12,这样的细胞一般需要用少量胰酶孵育,但也不需要很多,一般100 mm dish,一次MAX多加入500ul,就足够了。即使这样难消化的细胞,一般不超过5min,即可见细胞成片移动,就应该停止消化。一些正常细胞也会有难消化的时候,比如tsDC细胞,但也只要用少量胰酶孵育,3min左右即可看到成片沙状移动。

        5、消化时间和细胞类型、消化液的消化能力、细胞的密度等多种因素有关。一般养一种新的细胞要摸索一下消化时间,掌握细胞消化到什么程度恰到好处。新配的消化液消化能力较强,配好后可分装成小管,一次用完,其余冻在-20℃低温保存箱内,以保持酶活力。细胞生长到覆盖70~80%瓶底时消化较好,若细胞密度过大则消化后细胞易成团。

        6、常规的细胞实验(增殖,凋亡,迁移,分化之类的),如果不用胰酶去孵育而使用润洗的方法消化的话(难消化细胞例外),受消化影响不是很大。但少数实验,比如病毒包装,对细胞代数,对细胞状态要求极高。这个时候,胰酶消化,就是润洗,都会对细胞包装病毒的能力有影响,传代次数一多,细胞包装能力就会逐渐下降(当然也有其它因素影响包装效率)。这个时候都不用胰酶消化,用一些盐溶液(不是EDTA液)即可。这些盐溶液通过影响ECM相关酶的活性,来使得细胞脱离基质附着表面,但不切割任何蛋白。 

        7、PBS洗涤。消化之前用PBS洗涤,是常见的操作,因为Serum含有抑制trypsin的蛋白。但这里面也有学问可以讲,对于一些难消化细胞,那么可以配制不含Ca,Mg离子的PBS,因为这些离子也会抑制trypsin的活性。但对于绝大部分胰酶或者EDTA溶液润洗即可消化的细胞,不需要配制如此溶液。

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